TEKST

Faktor inhibicji migracji makrofagów świnki morskiej był pierwszą limfokiną, która została odkryta (Bloom i Bennett, 1966; David, 1966). Stwierdzono, że ekspresja aktywności MIF dobrze koreluje z opóźnioną nadwrażliwością i odpornością komórkową u ludzi. Aktywność MIF może być wykryta w maziówce pacjentów z reumatoidalnym zapaleniem stawów. Ekspresja MIF w miejscach zapalenia sugeruje rolę tego mediatora w regulacji funkcji makrofagów w obronie gospodarza. Weiser i wsp. (1989) wyizolowali cDNA kodujący ludzki czynnik hamujący migrację makrofagów.

Przez analizę Northern blot, Paralkar i Wistow (1994) wykazali pojedynczy rozmiar mRNA MIF (około 800 nukleotydów) we wszystkich badanych ludzkich tkankach. W przeciwieństwie do poprzednich raportów, nie znaleźli dowodów na istnienie wielu genów dla MIF w ludzkim genomie.

Paralkar i Wistow (1994) wykazali, że gen MIF jest wybitnie mały; ma 3 eksony oddzielone intronami o długości tylko 189 i 95 bp, i obejmuje mniej niż 1 kb.

Kozak i wsp. (1995) stwierdzili, że struktura ekson/intron mysiego genu Mif przypomina strukturę genu ludzkiego. Bozza et al. (1995) stwierdzili, że mysi gen Mif rozciąga się na mniej niż 0,7 kb chromosomalnego DNA i składa się z 3 eksonów.

Esumi i wsp. (1998) przedstawili dowody, że gen dla tautomerazy D-dopachromu (DDT; 602750) u ludzi i myszy jest identyczny pod względem struktury eksonów z MIF. Oba geny mają 2 introny, które są zlokalizowane w równoważnych pozycjach, w stosunku do 2-krotnego powtórzenia w strukturze białka. Chociaż znajdują się w podobnych pozycjach, introny są w różnych fazach w stosunku do otwartej ramki odczytu. Inni członkowie tej nadrodziny występują u nicieni i rośliny, a pokrewny gen u C. elegans dzieli pozycję intronu z MIF i DDT. Oprócz podobieństw w strukturze, geny dla DDT i MIF są ściśle powiązane na chromosomie 22 człowieka i chromosomie 10 myszy.

Bernhagen i wsp. (1993) zidentyfikowali MIF jako główne wydzielane białko uwalniane przez komórki przedniej części przysadki mózgowej w hodowli i in vivo w odpowiedzi na stymulację lipopolisacharydem bakteryjnym. Stwierdzili oni, że odgrywa ono główną rolę w odpowiedzi toksycznej na endotoksemię i prawdopodobnie wstrząs septyczny.

Bucala (1996) dokonał przeglądu badań, które doprowadziły do odkrycia mediatora przysadkowego, który okazał się działać jako hormon kontrregulacyjny dla działania glukokortykoidów w układzie odpornościowym. Wyizolowany jako produkt komórek przedniej części przysadki mózgowej myszy, peptyd ten został zsekwencjonowany i okazał się być mysim homologiem MIF. MIF ma unikalną właściwość uwalniania się z makrofagów i komórek T w odpowiedzi na fizjologiczne stężenia glukokortykoidów. Wydzielanie MIF jest ściśle regulowane i zmniejsza się przy wysokich, przeciwzapalnych stężeniach steroidów. Po uwolnieniu, MIF „nadpisuje” lub kontrreguluje immunosupresyjny wpływ steroidów na aktywację komórek odpornościowych i produkcję cytokin. Bucala (1996) stwierdził, że ponieważ glikokortykoidy są integralną częścią globalnej odpowiedzi gospodarza na infekcję lub inwazję tkanek, fizjologiczna rola MIF polega na działaniu w miejscu zapalnym lub węźle chłonnym, aby zrównoważyć głęboki hamujący wpływ steroidów na odpowiedź immunologiczną.

Używając pełnej długości MIF jako przynęty w drożdżowym ekranie 2-hybrydowym biblioteki cDNA mózgu, Kleemann et al. (2000) uchwycił białko wiążące domenę aktywacji Jun (JAB1, lub COPS5; 604850) jako partnera interakcji z MIF. Poprzez koimmunoprecypitację i eksperymenty pull-down, Kleemann i wsp. (2000) potwierdzili specyficzną asocjację MIF-JAB1. Konfokalna analiza mikroskopowa wykazała, że kompleks MIF-JAB1 jest zlokalizowany w cytozolu w pobliżu peryferyjnej błony plazmatycznej, co sugeruje potencjalny związek między MIF a szlakami sygnalizacyjnymi integryn. Analizy reportera lucyferazowego i przesunięcia żelowego wykazały, że endogenny i egzogenny MIF hamował indukowaną przez JAB1 aktywność transkrypcyjną białka aktywatora-1 (AP1; 165160), ale nie zakłócał aktywności czynnika jądrowego kappa-B (NFKB; 164011). Podobnie, rekombinowany MIF hamował aktywność JNK (601158) stymulowaną przez JAB1 i indukowaną czynnikiem martwicy nowotworów (TNF; 191160). MIF indukował również ekspresję p27 (CDKN1B; 600778) i odzwierciedlał zatrzymanie wzrostu spowodowane przez CDKN1B poprzez hamowanie zależnej od JAB1 degradacji CDKN1B. Analiza mutacji wykazała, że 16-rezydowy peptyd MIF obejmujący aminokwasy od 50 do 65, w tym cys60, silnie konkurował z dzikim MIF o wiązanie JAB1. Kleemann et al. (2000) zasugerowali, że sygnalizacja przez MIF-JAB1 jest niezależna od potencjalnego receptora MIF i zauważyli, że JAB1 jest jedynym białkiem wykazanym do interakcji z MIF.

Z pasożytniczego nicienia Brugia malayi, czynnika etiologicznego filariozy limfatycznej, Pastrana et al. (1998) sklonowali cDNA kodujące białko (BmMif), które jest 42% identyczne z ludzkim MIF. Homologi MIF znaleziono również u spokrewnionych gatunków filarioz. Analiza funkcjonalna wykazała, że zarówno pasożytniczy, jak i ludzki MIF, gdy był umieszczony z komórkami, hamował losową migrację monocytów/makrofagów, ale gdy był umieszczony z dala od komórek, zwiększał migrację monocytów/makrofagów. Pastrana i wsp. (1998) stwierdzili, że pasożyty filariowe wytwarzają homologi cytokin, które mogą modyfikować środowisko immunologiczne żywiciela, wpływając w ten sposób na zdolność pasożyta do przetrwania in vivo.

Roger et al. (2001) wykazali, że makrofagi mysie transfekowane antysensownym Mif mRNA i makrofagi od myszy Mif -/- są hiporeaktywne na stymulację lipopolisacharydem (LPS), ale nie na stymulację bakteriami gram-dodatnimi, jak wykazano przez zmniejszoną produkcję TNFA i IL6 (147620). Komórki traktowane antysensem Mif i makrofagi myszy z niedoborem Mif, wykazywały zmniejszoną ekspresję Tlr4 (603030), ale nie Tlr2 (603028), mRNA i białka. EMSA i analiza promotora wskazały, że niedobór ekspresji Mif upośledza podstawową aktywność czynnika transkrypcyjnego PU.1 (165170) mysiego genu Tlr4, co skutkuje zmniejszoną ekspresją białka Tlr4 i reaktywnością na LPS i bakterie gram-ujemne. Roger i wsp. (2001) zasugerowali, że hamowanie aktywności MIF może przynieść korzyści osobom z gram-ujemnym wstrząsem septycznym.

Amin i wsp. (2003) ustalili, że MAPK (patrz MAPK1; 176948) i PI3K (patrz PIK3CA; 171834) były krytyczne dla MMIF-zależnej migracji ludzkich komórek śródbłonka mikronaczyniowego skóry przez błonę podstawną, ale Src (190090) i p38 kinaza (600289) były nieistotne. Rekombinowany MMIF indukował również zależne od czasu wzrosty fosforylacji białek wzdłuż szlaków sygnałowych MAPK i PI3K.

Używając mikroskopii immunofluorescencyjnej, Bernhagen i wsp. (2007) wykazali, że komórki wyrażające MIF indukowały zatrzymanie monocytów przez CXCR2 (IL8RB; 146928) i zatrzymanie komórek T przez CXCR4 (162643), ale nie przez CXCR1 (IL8RA; 146929) lub CXCR3 (300574). Analiza transwell ujawniła, że MIF stymulował chemotaksję leukocytów poprzez CXCR2 i CXCR4 i wywoływał szybką aktywację integryn (np. ITGAL (153370)/ITGB2 (600065)), jak również mobilizację wapnia. Cytometria przepływowa, mikroskopia fluorescencyjna i analiza pull-down wykazały, że MIF oddziaływał z CXCR2 i CXCR4 i kolokował się z CD74 (142790). Zatrzymanie monocytów u myszy podatnych na miażdżycę wymagało Mif i Cxcr2, a odpowiedzi zapalne indukowane przez Mif u myszy również opierały się na Cxcr2. Przeciwciała zablokowały Mif, ale nie kanoniczne ligandy Cxcr2 i Cxcr4, u myszy Apoe (107741) -/- na diecie wysokotłuszczowej z miażdżycą, co doprowadziło do regresji blaszki miażdżycowej. Bernhagen i wsp. (2007) zaproponowali, że ukierunkowanie MIF u osobników z miażdżycą może być opcją terapeutyczną.

Arjona i wsp. (2007) wykazali, że pacjenci z ostrym zakażeniem wirusem Zachodniego Nilu (WNV; patrz 610379) mieli zwiększone poziomy MIF w osoczu i płynie mózgowo-rdzeniowym. Badania na myszach (patrz MODEL ZWIERZĄT) wykazały, że MIF jest zaangażowany w patogenezę WNV i zasugerowały, że podejścia farmakoterapeutyczne ukierunkowane na MIF mogą być użyteczne w leczeniu zapalenia mózgu wywołanego przez WNV.

Miller i wsp. (2008) wykazali, że MIF, regulator zapalenia, jest uwalniany w niedokrwionym sercu, gdzie stymuluje aktywację AMPK (patrz 602739) przez CD74, promuje wychwyt glukozy i chroni serce podczas urazu niedokrwienno-reperfuzyjnego. Delecja zarodkowa genu Mif upośledza niedokrwienną sygnalizację AMPK w sercu myszy. Ludzkie fibroblasty z polimorfizmem promotora MIF o niskiej aktywności mają zmniejszone uwalnianie MIF i aktywację AMPK podczas niedotlenienia. Tak więc MIF moduluje aktywację kardioprotekcyjnego szlaku AMPK podczas niedokrwienia, funkcjonalnie łącząc zapalenie i metabolizm w sercu. Miller i wsp. (2008) przewidywali, że zmienność genetyczna w ekspresji MIF może wpływać na odpowiedź ludzkiego serca na niedokrwienie przez ścieżkę AMPK, i że diagnostyczne genotypowanie MIF może przewidywać ryzyko u pacjentów z chorobą wieńcową.

Poprzez międzygatunkowe analizy krzyżowania wstecznego, Kozak et al. (1995) wykazali, że mysi gen Mif mapuje do chromosomu 10. Zmapowali oni 9 dodatkowych loci zawierających powiązane sekwencje, najwyraźniej wszystkie przetworzone pseudogeny, do chromosomów myszy 1, 2, 3, 7, 8, 9, 12, 17 i 19. Bozza i wsp. (1995) również zlokalizowali ten gen na chromosomie 10 myszy (pomiędzy Bcr i S100b, które zostały zlokalizowane odpowiednio na ludzkich chromosomach 22q11 i 21q22.3). Przeanalizowali oni kilka pseudogenów i zmapowali 3 z nich do chromosomów myszy 1, 9 i 17.

Kozak i wsp. (1995) ustalili, że genom ludzki nie zawiera pseudogenów MIF. Budarf i wsp. (1997) przeprowadzili PCR hybrydowy panel komórek somatycznych ze starterami specyficznymi dla człowieka, aby zlokalizować gen w ludzkim chromosomie 22q11.2. Przeprowadzili również hybrydyzację fluorescencyjną in situ i stwierdzili jednoznaczne mapowanie MIF do chromosomu 22q. Kozak i wsp. (1995) zmapowali ludzki gen MIF do chromosomu 19.

Donn i wsp. (2001) zidentyfikowali przejście G do C w pozycji -173 genu MIF (153620.0001) i przeprowadzili badania przesiewowe pod kątem tego polimorfizmu u 117 pacjentów z układowym młodzieńczym reumatoidalnym zapaleniem stawów (604302) i 172 niespokrewnionych zdrowych osób z grupy kontrolnej. Stwierdzili, że osoby posiadające allel MIF-173C mają zwiększone ryzyko wystąpienia choroby (p = 0,0005). Donn i wsp. (2002) przeprowadzili badania przesiewowe w kierunku obecności allelu MIF-173C w grupie 88 pacjentów z młodzieńczym reumatoidalnym zapaleniem stawów o różnym fenotypie klinicznym. Potwierdzili oni zwiększone ryzyko podatności na młodzieńcze reumatoidalne zapalenie stawów, a także stwierdzili, że zwiększone ryzyko nie było ograniczone do żadnej jednej podgrupy klinicznej.

Pośród wielu funkcji biologicznych, MIF indukuje zapalenie na styku układu odpornościowego i osi stresu podwzgórze-przysadka-nadnercza. Koebernick et al. (2002) wykazali, że myszy z niedoborem Mif nie zdołały opanować infekcji Salmonella typhimurium typu dzikiego. Różne środki wskazały, że MIF jest kluczowym mediatorem w odpowiedzi gospodarza na tę infekcję. MIF nie tylko promuje rozwój ochronnej odpowiedzi Th1, ale łagodzi chorobę poprzez zmianę poziomu reaktywnych intermediatów azotowych i hormonów kortykosteroidowych, które wywierają funkcje immunosupresyjne.

Wang et al. (2006) zauważyli, że zwiększone poziomy MIF, prawdopodobnie pochodzące z eozynofilów, zostały zaobserwowane w płynie z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BALF) pacjentów z astmą (Rossi et al., 1998). Wang et al. (2006) porównali myszy Mif -/- z myszami wildtype używając mysiego modelu zapalenia płuc. Myszy Mif -/- miały znaczną redukcję IgE w surowicy i rekrutacji komórek zapalnych pęcherzyków płucnych, zmniejszoną ilość cytokin i chemokin w surowicy i BALF oraz upośledzoną aktywację komórek T Cd4 (186940). Myszy wildtype wykazywały zwiększony poziom Mif w BALF. Fenotyp zapalenia dróg oddechowych indukowanego antygenem mógł być przywrócony u myszy Mif -/- przez rekonstytucję mastocytami typu dzikiego. Wang et al. (2006) stwierdzili, że MIF pochodzący z mastocytów jest niezbędny dla eksperymentalnie wywołanej choroby alergicznej dróg oddechowych.

Arjona et al. (2007) odkryli, że blokowanie działania Mif u myszy albo przez przeciwciało, antagonistę małej cząsteczki, lub delecję genu zwiększyło odporność na śmiertelność WNV. PCR i mikroskopia konfokalna wykazały, że myszy pozbawione Mif miały niższą wiremię i zapalenie mózgu, jak również niższe krążące Tnf, niż myszy wildtype. Wstrzyknięcie niebieskiego barwnika Evansa wykazało, że bariera krew-mózg pozostała nienaruszona u myszy Mif -/-, ale nie u myszy typu dzikiego, po zakażeniu WNV. Arjona i wsp. (2007) stwierdzili, że MIF jest zaangażowany w patogenezę WNV i że podejścia farmakoterapeutyczne ukierunkowane na MIF mogą być użyteczne w leczeniu zapalenia mózgu WNV.

Symbol MIF jest również używany dla czynnika hamującego mullerian (600957), ale aby uniknąć zamieszania, AMH, dla hormonu antymullerian, został uznany za preferowany symbol dla tego ostatniego genu.

.