Haemaphysalis longicornis Nymphe (Abbildung angepasst von Hoogstraal et al. (1968)) (

Haemaphysalis longicornis larva (Abbildung nach Hoogstraal et al. (1968)) (

Haemaphysalis longicornis Männchen (Abbildung übernommen von Hoogstraal et al. (1968)) (

Haemaphysalis longicornis weiblich (Abbildung nach Hoogstraal et al. (1968)) (für größeres Bild auf das Vorschaubild klicken).

Haemaphysalis longicornis Neumann, 1901

Buschzecke
Rinderzecke
Neuseeländische Rinderzecke

Namensgeschichte

Haemaphysalis longicornis Neumann, 1901 (akzeptierter Name)

Synonyme und falsch angewandte Namen:
Haemaphysalis bispinosa Rageau & Vervent, 1959 (falsch angewandter Name)
Haemaphysalis bispinosa neumanni Pospelova-Shtrom, 1940 (Synonym)
Haemaphysalis concinna longicornis Neumann, 1905 (Überbegriff)
Haemaphysalis neumanni Dönitz, 1905 (Überbegriff)
Haemaphysalis neumanni bispinosa Abramov & Laptev, 1966 (Überbegriff)
Haemaphysalis (Kaiseriana) longicornis Hoogstraal et al ., 1968 (Synonym)
Haemaphysalis (Kaiseriana) neumanni Hoogstraal & Trapido, 1966 (Synonym)

Wirte

Haemaphysalis longicornis ernährt sich bekanntermaßen von einer breiten Palette von Säugetieren und Vögeln. In Neuseeland wurde diese Art als Nahrung für die folgenden Tiere nachgewiesen;

  • Säugetiere
    • Bürstenschwanz-Opossum (Trichosurus vulpecula), Katze (Felis domesticus), Rind (Bos taurus), Hund (Canis familiaris), Esel (Equus asinus), Europäischer Igel (Erinaceus europaeus occidentalis), Damhirsch (Dama dama dama), Frettchen (Mustela furo), Ziege (Capra hircus), Pferd (Equus caballus), Hausmaus (Mus musculus), Mensch (Homo sapiens), Wanderratte (Rattus norvegicus), Schwein (Sus scrofa), Kaninchen (Lepus cuniculus), Rothirsch (Cervus elaphus scoticus), Rusahirsch (Cervus timorensis), Sambarhirsch (Cervus unicolor unicolor), Schaf (Ovis aries), Schiffsratte (Rattus rattus), Hermelin (Mustela erminea), Mauswiesel (Mustela nivalis vulgaris), Yak (Bos mutus grunniens).
  • Vögel
    • Hausente (Anas boscas var), Haushuhn (Gallus gallus), Haussperling (Passer domesticus), Kiwi, Fasan (Phasianus colchicus), Feldlerche (Alauda arvensis), Drossel (Turdus philomelus), Pute (Meleagris gallipavo).

Beschreibung der Larve

Aus Hoogstraal et al. (1968).

  • Körperlänge unbehaart 0,58 bis 0,62 mm, Breite 0,47 bis 0,51 mm.
  • Capitulum
    • Basis capituli dorsal 2,6 mal so breit wie lang; Cornua zu abgerundeten posteroexternen Wülsten reduziert; ventral mit einem Paar posthypostomnaler Setae.
    • Palpen mit Umrissen im Wesentlichen wie bei der Nymphe; ventraler Sporn von Artikel (Segment) 3 breit dreieckig, überlappt das vordere Viertel von Artikel (Segment) 2.; Setae auf Artikel (Segmente) 2 und 3 Zahl 3 dorsal und 2 ventral; dorsointern und ventrointern Setae jeweils einzeln.
    • Hypostom mit 2/2 Zahnformel, Dentikel in 5, 6 oder 7 Reihen.
  • Scutum etwa 1,6 mal so breit wie lang; Umriss, Cervikalfurchen, Punktierungen und Setae wie abgebildet.
  • Dorsum und Ventor wie abgebildet.
  • Beine coxa I mit Sporn breit dreieckig, verhältnismäßig etwas kürzer als der der Nymphe; II und Ill jeweils mit einem leicht erhöhten Grat anstelle eines Sporns. Tarsen, Krallen und Pulvilli wie abgebildet.

oben

Beschreibung der Nymphe

Aus Hoogstraal et al. (1968).

  • Körperlänge (unbehornt) etwa 1,76 mm, Breite 1,00 mm.
  • Capitulum
    • Basis capituli dorsal 2 mal so breit wie lang (einschließlich Cornua); Ränder gerade; Corona breit dreieckig, etwa 0,3 mal so lang wie die Basis der Basis capituli; ventral mit 2 oder 3 Paaren von posteroexternen Seten und einem Paar von posthypostomalen Seten
    • Palpen in den Umrissen denen des Weibchens recht ähnlich. Artikel (Segment) 1 mit fehlenden Seten. Artikel (Segment) 2 mit 3 dorsalen und 2 ventralen Seten; dorsointernes Seta einzeln; ventrointernes Setae Nummer 2. Segment 3 ohne dorsalen Sporn; ventraler Sporn breit dreieckig, die vordere Hälfte von Segment 2 überlappend; lange Setae Nummer 3 dorsal und 5 ventral.
    • Hypostom etwa 1,85 mal so lang wie breit, Apex breit gerundet; Corona klein, ein Achtel so lang wie die äußeren Dentikelfeilen; Zahnformel 3/3; Dentikel in 6er-Feldern.
  • Scutum 1,2,5 mal so breit wie lang, Umriss breit gerundet; Cervikalfurchen schmal, parallel, erstrecken sich fast bis zur Scutummitte; Punktierungen selten.
  • Spirakularplatten subkreisförmig; dorsale Verlängerung stumpf dreieckig.
  • Beine Coxae mit Spornen wie beim Weibchen; Trochanter ohne ventrale Sporne. Tarsen schmal länglich; Dorsalflächen proximal flach, distal allmählich verjüngend. Klauen mäßig, Pulvilli groß, reichen bis oder fast zur apikalen Krümmung der Klauen.

Beschreibung des Weibchens

Aus Hoogstraal et al. (1968).

Das Weibchen unterscheidet sich vom Männchen in sekundären Geschlechtsmerkmalen, ist ihm aber in diagnostischen Details ähnlich.

  • Körperlänge (unbehaart) etwa 2,65 mm (2,7 bis 3,4 mm), Breite 1,8 mm (1,4 bis 2,0 mm).
  • Capitulum
    • Basis capituli dorsal 2,35 mal so breit wie lang (einschließlich der Cornua); Ränder im Wesentlichen gerade; Cornua etwa ein Drittel so lang wie die Basis der Basis capituli, breit dreieckig, spitz; poröse Bereiche oval bis subcircular, mäßig groß, weit auseinanderliegend.
    • Palpen wie beim Männchen, mit Ausnahme der etwas größeren relativen Länge von Artikel (Segment) 3, ventraler Sporn eher lanzettlich als breit dreieckig, dorsointerner Setae Nummer 3, ventrointerner Setae Nummer 4 oder 5.
    • Hypostom wie beim Männchen, außer dass der Apex abgestumpft sein kann. Zahnformel 5/5 (die innere Zahnreihe ist bei weniger als 1 % der untersuchten Exemplare reduziert oder obsolet, so dass sich eine Formel von 4/4 oder 4,5/4,5 ergibt); Zahnreihen von 7 bis 9.
  • Scutum mit einem L B Verhältnis von 1 1; Ränder etwas kantig (während der Verschlingung stärker werdend). Cervikalfurchen als schmale, konvergierende Vertiefungen vom vorderen Rand bis zur Höhe des vorderen Drittels der Scutallänge, weiter als flache, divergierende Vertiefungen bis zur Höhe des hinteren Drittels der Scutallänge. Einstiche wie beim Männchen.
  • Genitaloperculum einfach, länglich, Umriss allmählich konvergierend zum stumpfen Hinterrand.
    Spirakularplatten mit ventralem Rand winkelig konvex; dorsaler Vorsprung kurz, stumpf, kaum oder gar nicht von der Platte selbst unterschieden.
  • Beine etwa wie beim Männchen. Come mit Spornen von II bis IV, die weit über den hinteren Rand der Coxen hinausragen. Trochanter I mit ventralem Sporn runder und kürzer als beim Männchen. Andere Merkmale der Beine im Wesentlichen wie beim Männchen.

Beschreibung des Männchens

Aus Hoogstraal et al. (1968).

  • Körperlänge von den Handwurzelspitzen bis zum hinteren Skutalrand etwa 2,51 mm, Breite 1,65 mm. Farbe rötlichgelb.
  • Capitulum
    • Basis capituli dorsal etwa 1,66 mal so breit wie lang (einschließlich Cornua), Ränder im Wesentlichen gerade; Corona dreieckig, spitz, Länge gleich der vorderen Breite, halb so lang wie die Basis der Basis capituli; ventral mit 5 Paaren kurzer posteriorer Setae und 1 Paar kurzer posthypostomaler Setae.
    • Palpen hinten mäßig ausgeprägt; Breite zusammen etwa 1,35 mal so groß wie die der Basiskapituli; jeder Palpen etwa 1,40 mal so lang wie breit. Artikel (Segment) 1 ein schmaler Stiel mit einem einzelnen ventralen Stiel. Artikel (Segment) 2 etwa 1,3 mal so breit wie lang; Hinterrand dorsal und ventral vom Innenrand zur Außenfläche hin nach vorne gebogen; Außenprofil 0.6-mal so lang wie der Innenrand, spitz zulaufend zum Vorderrand; posteroexterne Verbindung bildet ein kleines, nach außen gerichtetes Dreieck; dorsointerner Rand annähernd gerade, leicht nach vorn gewölbt; ventrointerner Rand fast gerade; dorsal 4 oder 5 Seten (kann bilateral unterschiedlich sein), ventral 3; dorsointern 2 Seten, ventrointern 4 Seten. Artikel (Segment) 3 (mit Ausnahme des dorsalen Sporns) etwas kürzer als 2 und posterior breiter als 2 anterior (bildet somit äußerlich eine kleine Unterbrechung im Palpenprofil an der Verbindung dieser Segmente); dorsaler Sporn median, erhöht, breit dreieckig, scharf zugespitzt, überlappt das vordere Drittel von Segment 2; Außenprofil konfluierend mit stumpf gerundetem Apex; dorsointerner Rand gerundet; ventraler Sporn breit dreieckig, schmal zugespitzt, bis zur Mitte von Segment 2 reichend; Setae Nummer 5 dorsal, 3 ventral und 3 am inneren Rand ventral.
    • Hypostom kurz, gedrungen, nicht so lang wie die Palpen, 2 mal so lang wie breit; Apex allmählich abgerundet; Corona mäßig dicht, etwa ein Sechstel so lang wie die Dentikel; Zahnformel 5/5; Dentikel in Reihen von 8 bis 10.
  • Scutum flach, breit oval, L:B-Verhältnis 1,3:1,0; Umriss am breitesten auf Höhe von Coxa IV und Spirakularplatten, alle Ränder breit gerundet; Apizes der Spirakularplatten von dorsal nicht sichtbar. Seitliche Furchen schmal, deutlich, erstrecken sich bis auf Höhe des vorderen Drittels der Skutallänge, umschließen den ersten Feston. Cervikalrillen als schmale, kurze, konvergierende Vertiefungen. Einstiche zahlreich, diskret, mäßig tief, klein und mittelgroß, ziemlich regelmäßig über die gesamte Oberfläche verteilt. Festoons Nummer 11.
  • Spirakularplatten subquadratisch; dorsaler Vorsprung stumpf und undifferenziert von der Platte selbst.
  • Beine Coxa I mit Sporn länglich, stachelartig, stumpf zugespitzt, Länge und basale Breite des Sporns etwa gleich, bis zum Vorderrand von Coxa II reichend, aber nicht darüber hinaus; Coxa II und III jeweils mit einem untergeordneten, kurzen, breit dreieckigen Sporn, der nur wenig über den Hinterrand hinausreicht; Coxa IV mit einem ähnlichen, aber etwas kleineren Sporn. Trochanter I mit dorsaler Platte dreieckig, scharf zugespitzt; ventraler Sporn dreieckig, etwa ein Drittel so lang wie der Sporn von Coxa I; andere Trochanter ventral mit spitzen, spornartigen Erhebungen, die von II bis IV kleiner werden. Femur IV mit 8 ventrointernen Seten, jede etwa halb so lang wie der Durchmesser des Femurs an seiner Ansatzstelle (Abb. H). Tarsen I bis III mäßig lang, IV lang; Dorsalflächen proximal flach, distal allmählich spitz zulaufend; Ventralflächen jeweils mit einem winzigen subapikalen Haken und II bis IV mit einem kleinen eckigen Grat subproximal. Klauen mäßig, Pulvilli reichen fast bis zur apikalen Krümmung der Klauen.

Krankheitsbeziehungen

In Neuseeland überträgt H. longicornis kaum Krankheiten, die einzige Ausnahme ist die relativ harmlose Theileria orientalis. H. longicornis kann jedoch Piroplasmoren wie Babesia major, B. bigemina, B. ovata, B. gibsoni, Rickettsia japonica, Coxiella burneti und T. mutans sowie die Viren übertragen, die die Russische Frühlings-Sommer-Enzephalitis und die Powassan-Enzephalitis verursachen, und es gibt Hinweise, dass Haemaphysalid-Zecken wie H. longicornis in Japan und China Borrelia spp.*

*Diese Liste erhebt keinen Anspruch auf Vollständigkeit.

Verbreitung

Haemaphysalis longicornis gelangte wahrscheinlich über Japan und Australien nach Neuseeland. Am häufigsten ist sie auf der nördlichen Auckland-Halbinsel und an der Ostküste der Nordinsel bis südlich von Hastings anzutreffen. An der Westküste der Nordinsel kommt sie bis südlich von Waikanae vor. Sie wurde auf der zentralen Nordinsel um Taupo, im Nationalpark und in Taumarunui sowie im Gebiet der Golden Bay auf der Südinsel nachgewiesen.

Diese Zeckenart kommt auch in Australien (Queensland, New South Wales, Victoria und Westaustralien), China (Heilongjiang, Jilin, Liaoning, Hebei, Shanxi, Shaanxi, Gansu, Shandong, Henan, Anhui, Jiangsu, Hubei, Sichuan, Yunnan und Tibet), Fidschi, Japan, die koreanische Halbinsel, die Neuen Hebriden, Neukaledonien, Russland (südliches Primorsky Kray), Tonga und Westsamoa.

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Status in Neuseeland

Eingeführt

Bemerkungen, Erkennungsmerkmale und ähnliche Arten

Biologie
Haemaphysalis longicornis ist eine Dreiwirtszecke, die sich in einem Großteil ihres Verbreitungsgebietes durch Parthenogenese fortpflanzt. In Neuseeland legen die Weibchen von H. longicornis im späten Frühjahr und frühen Sommer Eier ab. Diese Eier schlüpfen je nach Temperatur und Luftfeuchtigkeit in etwa 60-90 Tagen. Die schlüpfenden Larven klettern an der Vegetation hoch, wo sie darauf warten, dass ein geeigneter Wirt in der Nähe vorbeikommt; sie werden durch eine Kombination aus dessen Körperwärme und ausgeatmetem Kohlendioxid angezogen. Innerhalb einer Stunde nach der Übertragung auf ein Wirtstier heftet sich die Larve mit ihren Mundwerkzeugen an die Haut und verbleibt dort bis zu fünf Tage, wobei sie nur in den 24 Stunden vor der Ablösung deutlich an Größe zunimmt. Wenn die Larve vollständig mit Blut vollgesogen ist, lässt sie sich zu Boden fallen, sucht sich ein dunkles, feuchtes Versteck und tritt in eine Vorhäutungsphase ein, die je nach Temperatur und Feuchtigkeit bis zu 30 Tage dauern kann. Zu den Verstecken für diese Phase gehören Spalten, unter Blättern oder in der Wurzelmatte von Gräsern und Binsen.

Die Larve häutet sich dann in das zweite oder nymphale Stadium. Die ungefressenen Zecken findet man oft an denselben Stellen wie die vollgesaugten Stadien. Wenn sie vollständig „abgehärtet“ (physiologisch bereit) ist, klettert die Nymphe auf Binsen oder Grashalme und sucht nach einem Wirt. Die Nymphe ernährt sich bis zu 7 Tage lang von ihrem Wirt, löst sich ab, wenn sie sich vollgesaugt hat, und verbringt etwa 40 Tage im Schutz der Vegetation, bevor sie sich in das dritte oder erwachsene Stadium häutet. Das Zeckenweibchen sucht sich nun einen Wirt, ernährt sich je nach Temperatur 7 Tage oder länger und sucht nach dem Ablösen vom Wirt eine geeignete Stelle zur Eiablage. Nach 1 bis 2 Wochen beginnt sie mit der Eiablage und kann über einen Zeitraum von 2 bis 3 Wochen bis zu 2000 Eier produzieren. Das Weibchen überlebt nach der Eiablage oft noch weitere 2 oder 3 Wochen.

Das saisonale Aktivitätsmuster dieser Zecke kann je nach Klima von Jahr zu Jahr variieren (siehe Diagramm des Lebenszyklus). In den nördlichen Gebieten Neuseelands, die warm und feucht sind und milde Winter haben, treten jedes Jahr mindestens zwei Generationen auf, und die Larven können sowohl im frühen Frühjahr als auch im Sommer und Herbst in recht großer Zahl gefunden werden. Darüber hinaus können erwachsene Tiere und Nymphen zu fast jeder Jahreszeit außer im Winter auf Wirtstieren gefunden werden. Im Gegensatz dazu sind die Lebensstadien in gemäßigten Gebieten mit strengeren Wintern sehr klar abgegrenzt, und es findet nur eine Generation pro Jahr statt; das Vieh ist im Spätherbst, den ganzen Winter und zu Beginn des Frühjahrs frei von Zecken. Alle nicht gefressenen Stadien der Zecke können überwintern, aber am häufigsten tun dies die Nymphen.

Ähnliche Arten
Zurzeit (2009) ist H. logicornis das einzige Mitglied der Gattung Haemaphysalis, das in Neuseeland vorkommt. Sie ist daher leicht an der Analfurche zu erkennen, die den Anus im hinteren Bereich umschließt, am Vorhandensein von Festons und an den Palpen, deren zweites Segment seitlich verlängert ist. Sollten jedoch Zweifel an der Identität eines Exemplars bestehen, sollte es mit den in den obigen Abschnitten beschriebenen Merkmalen und Bildern verglichen werden.

Nützliche Referenzen

Barker SC & Murrell A 2004. Systematik und Evolution der Zecken mit einer Liste der gültigen Gattungs- und Artnamen. Parasitology, 129: S15-S36.

Bishop DM. & Heath ACG 1998. Checklist of ectoparasites of birds in New Zealand. Surveillance. Special Issue: Parasites of Birds in New Zealand. 25: 13-31.

Camicas JL, Hervy JP, Adam F & Morel PC 1998. Les Tiques de Monde. Nomenklatur, stades decrits, hotes, repartition. The ticks of the world. Nomenklatur, beschriebene Stadien, Wirte, Verbreitung (Acarida, Ixodida). Frankreich, Orstom Editions.

Dumbleton LJ 1963. Eine Synopsis der Zecken (Acarina: Ixodoidea) Neuseelands. Tuatara 11: 72-78.

Heath ACG 1987. Ein Überblick über die Ursprünge und die Zoogeographie der durch Zecken übertragenen Krankheiten in Neuseeland. Tuatara 29: 19-29.

Heath ACG 2002. Vektorkompetenz von Haemaphysalis longicornis unter besonderer Berücksichtigung von Blutparasiten. Surveillance, 29: 12-14.

Hoogstraal H, Roberts FHS, Kohls GM & Tipton VJ 1968. Übersicht über Haemaphysalis (Kaiseriana) longicornis Neumann (wiederauferstanden) von Australien, Neuseeland, Neukaledonien, Fidschi, Japan, Korea und Nordostchina sowie der UdSSR und seine parthenogenetischen und bisexuellen Populationen (Ixodoidea Ixodidae). Journal of Parasitology, 54: 1197-1213.

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