U ssakówEdit
Istnieje kilka szlaków, za pomocą których mitofagia jest indukowana w komórkach ssaków. Ścieżka PINK1 i Parkin jest, jak dotąd, najlepiej scharakteryzowana. Szlak ten rozpoczyna się od rozszyfrowania różnicy między zdrowymi mitochondriami a uszkodzonymi mitochondriami. Białko o masie 64 kDa, kinaza 1 indukowana PTEN (PINK1), zostało zaangażowane w wykrywanie jakości mitochondriów. PINK1 zawiera sekwencję celującą w mitochondrium (MTS) i jest rekrutowana do mitochondriów. W zdrowych mitochondriach PINK1 jest importowany przez błonę zewnętrzną za pośrednictwem kompleksu TOM i częściowo przez wewnętrzną błonę mitochondrialną za pośrednictwem kompleksu TIM, dzięki czemu rozprzestrzenia się na wewnętrzną błonę mitochondrialną. Proces importu do błony wewnętrznej związany jest z rozszczepieniem PINK1 z 64-kDa do formy 60-kDa. Następnie PINK1 jest rozszczepiany przez PARL do formy 52-kDa. Ta nowa forma PINK1 jest degradowana przez proteazy w mitochondriach. To utrzymuje stężenie PINK1 w ryzach w zdrowych mitochondriach.
W niezdrowych mitochondriach, wewnętrzna błona mitochondrialna ulega depolaryzacji. Ten potencjał błonowy jest niezbędny dla importu białek przez TIM. W zdepolaryzowanych mitochondriach, PINK1 nie jest już importowany do błony wewnętrznej, nie jest rozszczepiany przez PARL, a stężenie PINK1 wzrasta w zewnętrznej błonie mitochondrialnej. PINK1 może wówczas rekrutować Parkin, cytozolową ligazę ubikwitynową E3. Uważa się, że PINK1 fosforyluje ligazę ubikwitynową Parkin przy S65, co inicjuje rekrutację Parkin do mitochondriów. Miejsce fosforylacji Parkin, przy S65, jest homologiczne do miejsca fosforylacji ubikwityny. Fosforylacja ta aktywuje Parkin poprzez indukcję dimeryzacji, stanu aktywnego. To pozwala na Parkin-mediowane ubikwitynacji na innych proteins.
Ponieważ jego PINK1-mediowane rekrutacji do powierzchni mitochondrium, Parkin może ubikwitynacji białek w zewnętrznej błony mitochondrialnej. Niektóre z tych białek obejmują Mfn1/Mfn2 i mitoNEET. Ubikwitylacja białek powierzchni mitochondriów wprowadza czynniki inicjujące mitofagię. Parkina promuje ubikwitynację łańcuchów ubikwitynowych zarówno na K63 jak i K48. Ubikwitynacja K48 inicjuje degradację tych białek i może umożliwić pasywną degradację mitochondriów. Uważa się, że ubikwitynacja K63 rekrutuje adaptory autofagii LC3/GABARAP, które następnie prowadzą do mitofagii. Nadal nie jest jasne, które białka są niezbędne i wystarczające do mitofagii i jak te białka, po ubikwitylacji, inicjują mitofagię.
Inne ścieżki, które mogą indukować mitofagię obejmują receptory mitofagii na powierzchni zewnętrznej błony mitochondrialnej. Receptory te obejmują NIX1, BNIP3 i FUNDC1. Wszystkie te receptory zawierają sekwencje konsensusowe LIR, które wiążą LC3/GABARAP, co może prowadzić do degradacji mitochondriów. W warunkach hipoksji BNIP3 jest regulowany przez HIF1α. BNIP3 ulega wówczas fosforylacji na resztach serynowych w pobliżu sekwencji LIR, co sprzyja wiązaniu LC3. FUNDCI jest również wrażliwy na hipoksję, chociaż jest konstytutywnie obecny na zewnętrznej błonie mitochondrialnej podczas normalnych warunków
W neuronach, mitochondria są rozmieszczone nierównomiernie w całej komórce do obszarów, w których zapotrzebowanie na energię jest wysokie, jak w synapsach i węzłach Ranviera. Dystrybucja ta jest utrzymywana w dużej mierze przez transport mitochondriów wzdłuż aksonu za pośrednictwem białek motorycznych. Uważa się, że mitofagia neuronalna zachodzi głównie w ciele komórki, ale występuje również lokalnie w aksonie w miejscach odległych od ciała komórki; zarówno w ciele komórki, jak i w aksonie mitofagia neuronalna zachodzi poprzez szlak PINK1-Parkin. Mitofagia w układzie nerwowym może również zachodzić transkomórkowo, gdzie uszkodzone mitochondria w aksonach komórek zwojowych siatkówki mogą być przekazywane do sąsiednich astrocytów w celu ich degradacji. Proces ten jest znany jako transmiofagia.
W drożdżachEdit
Mitofagia w drożdżach została po raz pierwszy przypuszczona po odkryciu genów ucieczki mitochondrialnej drożdży (yme), a konkretnie yme1. Yme1 jak inne geny w rodzinie wykazywał wzrost ucieczki mtDNA, ale był jedynym, który wykazywał wzrost degradacji mitochondriów. Dzięki pracy nad tym genem, który pośredniczy w ucieczce mtDNA, badacze odkryli, że obrót mitochondrialny jest wyzwalany przez proteiny.
Więcej odkryto na temat genetycznej kontroli mitofagii po badaniach nad białkiem UTH1. Po wykonaniu screenu dla genów regulujących długowieczność, stwierdzono w szczepach ΔUTH1, że nastąpiło zahamowanie mitofagii, które nastąpiło bez wpływu na mechanizmy autofagii. Badania te wykazały również, że białko Uth1p jest niezbędne do przemieszczania mitochondriów do wakuoli. Sugeruje to istnienie wyspecjalizowanego systemu dla mitofagii. Inne badania przyjrzały się AUP1, mitochondrialnej fosfatazie, i odkryły, że Aup1 oznacza mitochondria do eliminacji.
Innym białkiem drożdżowym związanym z mitofagią jest mitochondrialne białko błony wewnętrznej, Mdm38p/Mkh1p. Białko to jest częścią kompleksu, który wymienia jony K+/H+ przez błonę wewnętrzną. Delecja tego białka powoduje obrzęk, utratę potencjału błonowego i fragmentację mitochondriów.
Ostatnio wykazano, że ATG32 (autophagy related gene 32) odgrywa kluczową rolę w mitofagii drożdży. Jest on zlokalizowany w mitochondriach. Po zainicjowaniu mitofagii, Atg32 wiąże się z Atg11, a mitochondria związane z Atg32 są transportowane do wakuoli. Wyciszenie Atg32 zatrzymuje rekrutację maszynerii autofagii i degradację mitochondriów. Atg32 nie jest niezbędny dla innych form autofagii.
Wszystkie te białka prawdopodobnie odgrywają rolę w utrzymaniu zdrowych mitochondriów, ale mutacje wykazały, że dysregulacja może prowadzić do selektywnej degradacji mitochondriów. Czy te białka działają w porozumieniu, są głównymi graczami w mitofagii, czy też członkami większej sieci kontrolującej autofagię, wciąż pozostaje do wyjaśnienia.
.